Сигнальная трансдукция при неэффективной элиминации мелких конкрементов из средней трети мочеточника

DOI: https://doi.org/10.29296/24999490-2022-04-07

Э.Ф. Баринов, Х.В. Григорян, Ю.Ю. Малинин
ГОО ВПО «Донецкий национальный медицинский университет им. М. Горького»,
ДНР, 83003, Донецк, пр-кт Ильича, д. 16

Цель исследования – оценить активность рецепторов, контролирующих сокращение (α2-адренорецептора, пуриновых Р2Х1- и Р2Y-рецепторов, ангиотензинового АТ1-рецептора, ТхА2-рецептора) и релаксацию ГМК (аденозинового А2-рецептора), в процессе стандартной литокинетической терапии (ЛКТ) у пациентов с локализацией мелких (≤6мм) конкрементов в средней трети мочеточника. Материал и методы. Исследование носило проспективный характер и включало 17 пациентов с неэффективной элиминацией мелких конкрементов на протяжении 9 сут стандартной ЛКТ. Анализ функциональной активности рецепторов, модулирующих перистальтику мочеточника, выполнили in vitro на суспензии тромбоцитов. Использовали агонисты АТФ, АДФ, аденозин, эпинефрин, ангиотензин-2 (Sigma-Aldrich Chemie GmbH, Германия). Оценку агрегации тромбоцитов проводили турбидиметрическим методом на анализаторе ChronoLog (США). Результаты. На этапе госпитализации пациентов (до начала ЛКТ) выявлена гиперреактивность ангиотензинового АТ1-рецептора, пуриновых Р2Х1- и Р2Y-рецепторов, α2-адренорецептора, ТхА2-рецептора и аденозинового А2-рецептора, что отражает наличие при нефролитиазе фоновой сигнальной трансдукции, способной модулировать сокращение и релаксацию гладкой мышечной ткани мочеточника. Через 3 сут ЛКТ внутриклеточная сигнализация характеризуется гиперреактивностью АТ1-рецептора и нормореактивностью α2-адренорецептора, Р2Х1- и P2Y-рецепторов. Выявленная взаимосвязь АТ1-рецептора с α2-адренорецептором и Р2Х1-рецепторами не обеспечивает усиления перистальтики мочеточника. Через 6 сут ЛКТ недостаточная сократительная активность мышечной оболочки может быть связана с ограничением активации α2-адренорецептора, а также слабым взаимодействием АТ1-рецептора с пуриновыми Р2Х1- и Р2Y-рецепторами. Через 9 сут ЛКТ нарушение траффика мелких конкрементов в мочеточнике связано с десенситизацией α2-адренорецептора и Р2Х1-рецептора, а также гиперреактивностью и взаимодействием АТ1-рецептора и Р2Y-рецепторов. Заключение. Вариабельность внутриклеточной сигнализации при неэффективной элиминации мелких конкрементов из средней трети мочеточника определяется влиянием факторов патогенеза нефролитиаза и низкой специфичностью ЛКТ в отношении процессов сокращения и релаксации гладкой мышечной ткани.
Ключевые слова: 
нефролитиаз, литокинетическая терапия, траффик мелких конкрементов, мышечная оболочка мочеточника, внутриклеточные сигнальные пути
Для цитирования: 
Баринов Э.Ф., Григорян Х.В., Малинин Ю.Ю. Сигнальная трансдукция при неэффективной элиминации мелких конкрементов из средней трети мочеточника. Молекулярная медицина, 2022; (4): 43-49https://doi.org/10.29296/24999490-2022-04-07
Список литературы: 
  1. Campschroer T., Zhu X., Vernooij R.W., Lock M.T. Alpha-blockers as medical expulsive therapy for ureteral stones. Cochrane Database Syst Rev. 2018; 4 (4): CD008509. https://doi.org/doi: 10.1002/14651858.CD008509.pub3
  2. Holmlund D. On medical treatment for ureteral stone expulsion. Scand J. Urol. 2018; 52 (2): 94–100. https://doi.org/doi: 10.1080/21681805.2018.1428682.
  3. Figueroa S.M., Lozano M., Lobos C., Hennrikus M.T., Gonzalez A.A., Amador C.A. Upregulation of Cortical Renin and Downregulation of Medullary (Pro) Renin Receptor in Unilateral Ureteral Obstruction. Front Pharmacol. 2019; 10: 1314. https://doi.org/doi: 10.3389/fphar.2019.01314.
  4. Guan N.N., Gustafsson E., Svennersten K. Inhibitory Effects of Urothelium-related Factors. Basic Clin Pharmacol Toxicol. 2017; 121 (4): 220–4. https://doi.org/ doi: 10.1111/bcpt.12785.
  5. Harrison P., Mackie I., Mumford A. British. Guidelines for the laboratory investigation of heritable disorders of platelet function. Brit J. of Haematology. 2011; 155 (1): 30–44. https://doi.org/doi: 10.1111/j.1365-2141.2011.08793.x
  6. Santis W.F., Peters C.A., Yalla S.V., Sullivan M.P. Ureteral function is modulated by a local renin-angiotensin system. J. Urol. 2003; 170 (1): 259–63. https://doi.org/ doi: 10.1097/01.ju.0000060848.61864.e1
  7. Yang M., Dart C., Kamishima T., Quayle J.M. Hypoxia and metabolic inhibitors alter the intracellular ATP:ADP ratio and membrane potential in human coronary artery smooth muscle cells. Peer J. 2020; 8: e10344. https://doi.org/doi: 10.7717/peerj.10344.
  8. Aschrafi A., Berndt A., Kowalak J.A., Gale J.R., Gioio A.E., Kaplan B.B. Angiotensin II mediates the axonal trafficking of tyrosine hydroxylase and dopamine β-hydroxylase mRNAs and enhances norepinephrine synthesis in primary sympathetic neurons. J. Neurochem. 2019; 150 (6): 666–77. https://doi.org/doi: 10.1111/jnc.14821.
  9. Gaudry M., Vairo D., Marlinge M., Gaubert M., Guiol C., Mottola G., Gariboldi V., Deharo P., Sadrin S., Maixent J.M., Fenouillet E., Ruf J., Guieu R., Paganelli F. Adenosine and Its Receptors: An Expected Tool for the Diagnosis and Treatment of Coronary Artery and Ischemic Heart Diseases. Int J. Mol. Sci. 2020; 21 (15): 5321. https://doi.org/doi: 10.3390/ijms21155321.
  10. Gopalakrishnan S.M., Buckner S.A., Milicic I., Groebe D.R., Whiteaker K.L., Burns D.J., Warrior U., Gopalakrishnan M. Functional characterization of adenosine receptors and coupling to ATP-sensitive K+ channels in Guinea pig urinary bladder smooth muscle. J. Pharmacol Exp Ther. 2002; 300 (3): 910–1917. https://doi.org/doi: 10.1124/jpet.300.3.910.
  11. Hao Y., Wang L., Chen H., Hill W.G., Robson S.C., Zeidel M.L., Yu W. Targetable purinergic receptors P2Y12 and A2b antagonistically regulate bladder function. JCI Insight. 2019; 4 (16): e122112. https://doi.org/ doi: 10.1172/jci.insight.122112
  12. McGraw D.W., Elwing J.M., Fogel K.M., Wang W.C., Glinka C.B., Mihlbachler K.A., Rothenberg M.E., Liggett S.B. Crosstalk between Gi and Gq/Gs pathways in airway smooth muscle regulates bronchial contractility and relaxation. J. Clin. Invest. 2007; 117 (5): 1391–8. https://doi.org/doi: 10.1172/JCI30489
  13. Lova P., Guidetti G.F., Canobbio I., Catricalà S., Balduini C., Torti M. Epinephrine-mediated protein kinase C and Rap1b activation requires the co-stimulation of Gz-, Gq-, and Gi-coupled receptors. Thromb Haemost. 2011; 105 (3): 479–86. https://doi.org/doi: 10.1160/TH10-07-0470.
  14. Kishore B.K., Robson S.C., Dwyer K.M. CD39-adenosinergic axis in renal pathophysiology and therapeutics. Purinergic Signal. 2018; 14 (2): 109–20. https://doi.org/doi: 10.1007/s11302-017-9596-x
  15. Sharma P., Yadav S.K., Shah S.D., Javed E., Lim J.M., Pan S., Nayak A.P., Panettieri R.A. Jr., Penn R.B., Kambayashi T., Deshpande D.A. Diacylglycerol Kinase Inhibition Reduces Airway Contraction by Negative Feedback Regulation of Gq-Signaling. Am. J. Respir Cell Mol. Biol. 2021; 65 (6): 658–71. https://doi.org/doi: 10.1165/rcmb.2021-0106OC
  16. Yu W., Sun X., Robson S.C., Hill W.G. ADP-induced bladder contractility is mediated by P2Y12 receptor and temporally regulated by ectonucleotidases and adenosine signaling. FASEB J. 2014; 28 (12): 5288–98. https://doi.org/doi: 10.1096/fj.14-255885.
  17. Aronsson P., Andersson M., Ericsson T., Giglio D. Assessment and characterization of purinergic contractions and relaxations in the rat urinary bladder. Basic Clin Pharmacol Toxicol. 2010; 107 (1): 603–13. https://doi.org/doi: 10.1111/j.1742-7843.2010.00554.x.