КЛЕТОЧНЫЕ ТЕХНОЛОГИИ ДЛЯ ИЗУЧЕНИЯ ПАТОГЕНЕЗА ЭНДОМЕТРИОЗА

DOI: https://doi.org/10.29296/24999490-2022-05-02

Е.В. Окладникова, Т.Г. Рукша
ФГБОУ ВО «Красноярский государственный медицинский университет
им. проф. В.Ф. Войно-Ясенецкого» Министерства здравоохранения Российской Федерации,
Российская Федерация, 660022, Красноярский край, Красноярск, ул. Партизана Железняка, 1

Введение. Эндометриоз – хроническое воспалительное эстрогензависимое заболевание, которое характеризуется наличием ткани эндометрия вне полости матки. Патогенез эндометриоза до конца не определен. Актуальность его изучения обусловлена развитием хронического воспаления в очагах поражения, которое сопровождается выраженным болевым синдромом. Появление эктопических очагов в репродуктивной системе женщин фертильного возраста может привести к развитию бесплодия. Для изучения патогенеза заболевания можно использовать животных или клеточные культуры. Цель обзора. Обобщить современные данные о возможностях моделирования эндометриоза с использованием клеточных культур, рассмотреть особенности разных моделей и их применение для изучения патогенеза заболевания. Методы. Материалами послужили результаты исследований по данной теме за последние 20 лет, с 2002 по 2022 годы. Анализировались публикации, входящие в базы данных Pubmed, Medline, eLibrary.ru. Результаты. В представленном обзоре приводятся сведения о преимуществах и недостатках моделирования эндометриоза in vivo и in vitro. У животных инициация заболевания невозможна естественным путем (за исключением приматов), они требуют затрат на содержание, их использование ограничено этическими нормами. Среди культур клеток, применяемых для изучения эндометриоза, можно выделить монокультуры (стромальных, эпителиальных, стволовых, мезотелиальных, иммунных клеток) и кокультуры. Выбор модели обусловлен целями исследования. В обзоре приводятся некоторые особенности выделения клеток из эктопической ткани эндометрия, способы идентификации клеток и методы их культивирования. Обсуждается применение иммортализованных клеточных линий и 3D-моделей в изучении патогенеза заболевания. Заключение. Моделирование эндометриоза имеет ряд технологических проблем, обусловленных как природой заболевания, так и биологическими свойствами клеток, участвующих в патогенезе эндометриоза. По сравнению с моделями на животных модели in vitro позволяют получить легкий доступ к клеткам-мишеням для выявления критических клеточных и молекулярных факторов, оценить межклеточные взаимодействия способствующих развитию заболевания.
Ключевые слова: 
эндометриоз, in vitro, клеточные культуры, патогенез
Для цитирования: 
Окладникова Е.В., Рукша Т.Г. КЛЕТОЧНЫЕ ТЕХНОЛОГИИ ДЛЯ ИЗУЧЕНИЯ ПАТОГЕНЕЗА ЭНДОМЕТРИОЗА. Молекулярная медицина, 2022; (5): 10-17https://doi.org/10.29296/24999490-2022-05-02
Список литературы: 
  1. Taylor H.S., Kotlyar A.M., Flores V.A. Endometriosis is a chronic systemic disease: clinical challenges and novel innovations. Lancet. 2021; 397 (10276): 839–52. DOI: 10.1016/S0140-6736(21)00389-5.
  2. Saunders P.T.K, Horne A.W. Endometriosis: Etiology, pathobiology, and therapeutic prospects. Cell. 2021; 184 (11): 2807–24. DOI: 10.1016/j.cell.2021.04.041.
  3. Anglesio M.S., Bashashati A., Wang Y.K., Senz J., Ha G., Yang W., Aniba M.R., Prentice L.M., Farahani H, Li Chang H., Karnezis A.N., Marra M.A., Yong P.J., Hirst M., Gilks B., Shah S.P., Huntsman D.G. Multifocal endometriotic lesions associated with cancer are clonal and carry a high mutation burden. J. Pathol. 2015; 236 (2): 201–9. DOI: 10.1002/path.4516.
  4. Dongxu Z., Fei Y., Xing X., Bo-Yin Z., Qingsan Z. Low back pain tied to spinal endometriosis. Eur Spine J. 2014; 23 (2): 214–7. DOI: 10.1007/s00586-013-2988-x.
  5. Bulun S.E., Yilmaz B.D., Sison C., Miyazaki K., Bernardi L., Liu S., Kohlmeier A., Yin P., Milad M., Wei J. Endometriosis. Endocr Rev. 2019; 40 (4): 1048–79. DOI: 10.1210/er.2018-00242.
  6. Suda K., Nakaoka H., Yoshihara K., Ishiguro T., Tamura R., Mori Y., Yamawaki K., Adachi S., Takahashi T., Kase H., Tanaka K., Yamamoto T., Motoyama T., Inoue I., Enomoto T. Clonal Expansion and Diversification of Cancer-Associated Mutations in Endometriosis and Normal Endometrium. Cell Rep. 2018; 24 (7): 1777–89. DOI: 10.1016/j.celrep.2018.07.037.
  7. Burns K.A., Pearson A.M., Slack J.L., Por E.D., Scribner A.N., Eti N.A., Burney R.O. Endometriosis in the Mouse: Challenges and Progress Toward a ‘Best Fit’ Murine Model. Front Physiol. 2022; 12: 806574. DOI: 10.3389/fphys.2021.806574.
  8. Cuevas M., Cruz M.L., Ramirez A.E., Flores I., Thompson K.J., Bayona M., Vernon M.W., Appleyard C.B. Stress During Development of Experimental Endometriosis Influences Nerve Growth and Disease Progression. Reprod Sci. 2018; 25 (3): 347–57. DOI: 10.1177/1933719117737846.
  9. Malvezzi H., Marengo E.B., Podgaec S., Piccinato C.A. Endometriosis: current challenges in modeling a multifactorial disease of unknown etiology. J Transl Med. 2020; 18 (1): 311. DOI: 10.1186/s12967-020-02471-0.
  10. Brasted M., White C.A., Kennedy T.G., Salamonsen L.A. Mimicking the events of menstruation in the murine uterus. Biol Reprod. 2003; 69 (4): 1273–80. DOI: 10.1095/biolreprod.103.016550.
  11. Greaves E., Cousins F.L., Murray A., Esnal-Zufiaurre A., Fassbender A., Horne A.W., Saunders P.T. A novel mouse model of endometriosis mimics human phenotype and reveals insights into the inflammatory contribution of shed endometrium. Am. J. Pathol. 2014; 184 (7): 1930–9. DOI: 10.1016/j.ajpath.2014.03.011.
  12. Szegeczki V., Fazekas L., Kulcsár M., Reglodi D., Török P., Orlik B., Laganà A.S., Jakab A., Juhasz T. Endometrium as Control of Endometriosis in Experimental Research: Assessment of Sample Suitability. Diagnostics (Basel). 2022; 12 (4): 970. DOI: 10.3390/diagnostics12040970.
  13. Greaves E., Critchley H.O.D., Horne A.W., Saunders P.T.K. Relevant human tissue resources and laboratory models for use in endometriosis research. Acta Obstet Gynecol Scand. 2017; 96 (6): 644–58. DOI: 10.1111/aogs.13119.
  14. Павлович С.В., Кречетова Л.В., Вторушина В.В., Ванько Л.В., Мелкумян А.Г., Юшина М.Н., Савилова А.М., Макиян З.Н., Яроцкая Е.Л., Хилькевич Е.Г., Чупрынин В.Д., Сухих Г.Т. Особенности профиля секретируемых белков клетками из эндометриоидных очагов и эутопического эндометрия женщин с наружным генитальным эндометриозом в культуре in vitro. Акушерство и гинекология. 2019; 8: 90–9. DOI: 10.18565/aig.2019.8.90-99. [Pavlovich Stanislav V. Krechetova L.V. Vtorushina Valentina V. Vanko L.V., Melkumyan A.G., Yushina M.N., Savilova Anastasia M., Makiyanzograb N., Yarotskaya Ekaterina L. Khilkevich Elena G., Chuprynin Vladimir D., Sykhikh Gennady T. Features of the profile of proteins secreted by cells from the endometrioid foci and eutopic endometrium in women with external genital endometriosis in vitro culture. Obstetrics and Gynecology. 2019; 8: 90–9 (in Russian)]
  15. Zhou C.F., Liu M.J., Wang W., Wu S., Huang Y.X., Chen G.B., Liu L.M., Peng D.X., Wang X.F., Cai X.Z., Li X.X., Feng W.Q., Ma Y. miR-205-5p inhibits human endometriosis progression by targeting ANGPT2 in endometrial stromal cells. Stem Cell Res Ther. 2019; 10 (1): 287. DOI: 10.1186/s13287-019-1388-5.
  16. Zhang Y., Yan J., Pan X. miR-141-3p affects apoptosis and migration of endometrial stromal cells by targeting KLF-12. Pflugers Arch. 2019; 471 (8): 1055–63. DOI: 10.1007/s00424-019-02283-2.
  17. Shen L., Hong X., Liu Y., Zhou W., Zhang Y. The miR-25-3p/Sp1 pathway is dysregulated in ovarian endometriosis. J. Int. Med. Res. 2020; 48 (4): 300060520918437. DOI: 10.1177/0300060520918437.
  18. Choi J., Jo M., Lee E., Lee D.Y., Choi D. Involvement of endoplasmic reticulum stress in regulation of endometrial stromal cell invasiveness: possible role in pathogenesis of endometriosis. Mol. Hum Reprod. 2019; 25 (3): 101–10. DOI: 10.1093/molehr/gaz002.
  19. Choi J., Jo M., Lee E., Lee D.Y., Choi D. Nuclear factor-kappa B signaling in endometriotic stromal cells is not inhibited by progesterone owing to an aberrant endoplasmic reticulum stress response: a possible role for an altered inflammatory process in endometriosis. Mol Hum Reprod. 2021; 27 (2): gaab002. DOI: 10.1093/molehr/gaab002.
  20. Клейменова Т.С., Дробинцева А.О., Полякова В.О., Крылова Ю.С., Цыпурдеева А.А. Эндометриальная культура человека: инвазионные свойства. Репродуктивная медицина. 2019; 1 (38): 19–24. [Kleimenova T.S., Drobintseva A.O., Polyakova V.O., Krylova I.S., Tsipurdieva A.A. Endometrium culture of the human: research of invasive. Reproductive medicine. 2019; 1 (38): 19–24 (in Russian)]
  21. Kolahdouz-Mohammadi R., Shidfar F., Khodaverdi S., Arablou T., Heidari S., Rashidi N., Delbandi A.A. Resveratrol treatment reduces expression of MCP-1, IL-6, IL-8 and RANTES in endometriotic stromal cells. J. Cell. Mol. Med. 2021; 25 (2): 1116–27. DOI: 10.1111/jcmm.16178.
  22. Hung S.W., Liang B., Gao Y., Zhang R., Tan Z., Zhang T., Chung P.W.J., Chan T.H., Wang C.C. An In-Silico, In-Vitro and In-Vivo Combined Approach to Identify NMNATs as Potential Protein Targets of ProEGCG for Treatment of Endometriosis. Front Pharmacol. 2021; 12: 714790. DOI: 10.3389/fphar.2021.714790.
  23. Huang R., Chen S., Zhao M., Li Z., Zhu L. Ginsenoside Rg3 attenuates endometriosis by inhibiting the viability of human ectopic endometrial stromal cells through the nuclear factor-kappaB signaling pathway. Jю Gynecol Obstet Hum Reprod. 2020; 49 (1): 101642. DOI: 10.1016/j.jogoh.2019.101642.
  24. Wang Y., Nicholes K., Shih I.M. The Origin and Pathogenesis of Endometriosis. Annu Rev Pathol. 2020; 15: 71–95. DOI: 10.1146/annurev-pathmechdis-012419-032654.
  25. Kong Y., Shao Y., Ren C., Yang G. Endometrial stem/progenitor cells and their roles in immunity, clinical application, and endometriosis. Stem Cell Res Ther. 2021; 12 (1): 474. DOI: 10.1186/s13287-021-02526-z.
  26. Gil-Sanchis C., Cervelló I., Mas A., Faus A., Pellicer A., Simón C. Leucine-rich repeat-containing G-protein-coupled receptor 5 (Lgr5) as a putative human endometrial stem cell marker. Mol Hum Reprod. 2013; 19 (7): 407–14. DOI: 10.1093/molehr/gat014.
  27. El Sabeh M., Afrin S., Singh B., Miyashita-Ishiwata M., Borahay M. Uterine Stem Cells and Benign Gynecological Disorders: Role in Pathobiology and Therapeutic Implications. Stem Cell Rev Rep. 2021; 17 (3): 803–20. DOI: 10.1007/s12015-020-10075-w.
  28. Землелько В.И., Гринчук ТМ, Домнина А.П., Арцыбашева И.В., Зенин В.В., Кирсанов А.А., Бичевая НК, Корсак В.С., Никольский Н.Н. Мультипотентные мезенхимные стволовые клетки десквамированного эндометрия. Выделение, характеристика и использование в качестве фидерного слоя для культивирования эмбриональных стволовых линий человека. Цитология. 2011; 53 (12): 919–29. [Zemelko V.I., Grinchuk T.M., Domnina A.P., Artzibasheva I.V., Zenin V.V., Kirsanov A.A., Bichevaia N.K., Korsak V.S., Nikolsky N.N. Multipotent mesenchymal stem cells of desquamated endometrium. Isolation, characterization, and application as a feeder layer for maintenance of human embryonic stem cells. Reproductive medicine. 2011; 53 (12): 919–29 (in Russian)]
  29. Ikoma T., Kyo S., Maida Y., Ozaki S., Takakura M., Nakao S., Inoue M. Bone marrow-derived cells from male donors can compose endometrial glands in female transplant recipients. Am. J. Obstet Gynecol. 2009; 201 (6): 608. e1-8. DOI: 10.1016/j.ajog.2009.07.026.
  30. Du H., Taylor H.S. Contribution of bone marrow-derived stem cells to endometrium and endometriosis. Stem Cells. 2007; 25 (8): 2082–6. DOI: 10.1634/stemcells.2006-0828.
  31. Young V.J., Brown J.K., Saunders P.T., Horne A.W. The role of the peritoneum in the pathogenesis of endometriosis. Hum Reprod Update. 2013; 19 (5): 558–69. DOI: 10.1093/humupd/dmt024.
  32. Young V.J., Ahmad S.F., Brown J.K., Duncan W.C., Horne A.W. ID2 mediates the transforming growth factor-β1-induced Warburg-like effect seen in the peritoneum of women with endometriosis. Mol Hum Reprod. 2016; 22 (9): 648–54. DOI: 10.1093/molehr/gaw045.
  33. Lucidi R.S., Witz C.A., Chrisco M., Binkley P.A., Shain S.A., Schenken R.S. A novel in vitro model of the early endometriotic lesion demonstrates that attachment of endometrial cells to mesothelial cells is dependent on the source of endometrial cells. Fertil Steril. 2005; 84 (1): 16–21. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2004.10.058.
  34. Chen Z., Dai Y., Dong Z., Li M., Mu X., Zhang R., Wang Z., Zhang W., Lang J., Leng J., Jiang X. Co-cultured endometrial stromal cells and peritoneal mesothelial cells for an in vitro model of endometriosis. Integr Biol (Camb). 2012; 4 (9): 1090–5. DOI: 10.1039/c2ib00172a.
  35. Hogg C., Horne A.W., Greaves E. Endometriosis-Associated Macrophages: Origin, Phenotype, and Function. Front Endocrinol (Lausanne). 2020; 11: 7. DOI: 10.3389/fendo.2020.00007.
  36. Hogg C., Panir K., Dhami P., Rosser M., Mack M., Soong D., Pollard J.W., Jenkins S.J., Horne A.W., Greaves E. Macrophages inhibit and enhance endometriosis depending on their origin. Proc Natl Acad Sci USA. 2021; 118 (6): e2013776118. DOI: 10.1073/pnas.2013776118.
  37. Mei J., Chang K.K., Sun H.X. Immunosuppressive macrophages induced by IDO1 promote the growth of endometrial stromal cells in endometriosis. Mol Med Rep. 2017; 15 (4): 2255–60. DOI: 10.3892/mmr.2017.6242.
  38. Chan R.W.S, Lee C.L., Ng E.H.Y, Yeung W.S.B. Co-culture with macrophages enhances the clonogenic and invasion activity of endometriotic stromal cells. Cell Prolif. 2017; 50 (3): e12330. DOI: 10.1111/cpr.12330.
  39. Huang Z.X., Wu R.F., Mao X.M., Huang S.M., Liu T.T., Chen Q.H., Chen Q.X. Establishment of an immortalized stromal cell line derived from human Endometriotic lesion. Reprod Biol Endocrinol. 2020; 18 (1): 119. DOI: 10.1186/s12958-020-00669-x.
  40. Park Y., Jung J.G., Yu Z.C., Asaka R., Shen W., Wang Y., Jung W.H., Tomaszewski A., Shimberg G., Chen Y., Parimi V., Gaillard S., Shih I.M., Wang T.L. A novel human endometrial epithelial cell line for modeling gynecological diseases and for drug screening. Lab Invest. 2021; 101 (11): 1505–12. DOI: 10.1038/s41374-021-00624-3.
  41. Banu S.K., Lee J., Starzinski-Powitz A., Arosh J.A. Gene expression profiles and functional characterization of human immortalized endometriotic epithelial and stromal cells. Fertil Steril. 2008; 90 (4): 972–87. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2007.07.1358.
  42. Fan H. In-vitro models of human endometriosis. Exp Ther Med. 2020; 19 (3): 1617–25. DOI: 10.3892/etm.2019.8363.
  43. Ramirez R.D., Sheridan S., Girard L., Sato M., Kim Y., Pollack J., Peyton M., Zou Y., Kurie J.M., Dimaio J.M., Milchgrub S., Smith A.L., Souza R.F., Gilbey L., Zhang X., Gandia K., Vaughan M.B., Wright W.E., Gazdar A.F., Shay J.W., Minna J.D. Immortalization of human bronchial epithelial cells in the absence of viral oncoproteins. Cancer Res. 2004; 64 (24): 9027–34. DOI: 10.1158/0008-5472.CAN-04-3703.
  44. Sato M., Shay J.W., Minna J.D. Immortalized normal human lung epithelial cell models for studying lung cancer biology. Respir Investig. 2020; 58 (5): 344–54. DOI: 10.1016/j.resinv.2020.04.005.
  45. Esfandiari N., Ai J., Nazemian Z., Javed M.H., Gotlieb L., Casper R.F. Expression of glycodelin and cyclooxygenase-2 in human endometrial tissue following three-dimensional culture. Am. J. Reprod Immunol. 2007; 57 (1): 49–54. DOI: 10.1111/j.1600-0897.2006.00445.x.
  46. Duval K., Grover H., Han L.H., Mou Y., Pegoraro A.F., Fredberg J., Chen Z. Modeling Physiological Events in 2D vs. 3D Cell Culture. Physiology (Bethesda). 2017; 32 (4): 266–77. DOI: 10.1152/physiol.00036.2016.
  47. Gnecco J.S., Pensabene V., Li D.J., Ding T., Hui E.E., Bruner-Tran K.L., Osteen K.G. Compartmentalized Culture of Perivascular Stroma and Endothelial Cells in a Microfluidic Model of the Human Endometrium. Ann Biomed Eng. 2017; 45 (7): 1758–69. DOI: 10.1007/s10439-017-1797-5.